Separación de iones metálicos por cromatografía en capa fina

Fundamento

Se trata de identificar por cromatografía en capa fina la posible presencia en una muestra de los iones metálicos Cu²⁺, Mn²⁺, Co²⁺ y Ni²⁺. Como se sabe, estos metales son esenciales para la vida en concentraciones traza (oligoelementos), pero tóxicos a partir de cierta concentración. El fundamento de la técnica puede encontrarse en el apartado 12.4.5 de las UU. DD. Técnicas Fisicoquímicas en Medio Ambiente (páginas 549 a 551) y, en general, en el tema 12 de dichas UU. DD.

Los iones mezclados en disolución acuosa se van a separar mediante cromatografía en capa fina utilizando como disolvente para desarrollar la placa una mezcla de acetona y ácido clorhídrico. (La acetona es un disolvente orgánico poco polar.) Las manchas se localizarán con ácido rubeánico, que forma complejos de distintos colores con cada uno de estos metales, especialmente en medio básico. Los metales contenidos en una muestra problema pueden también identificarse comparando sus factores de retención o retardo (R_f) en la muestra con los medidos en patrones. El factor de retardo se calcula dividiendo la distancia recorrida en la placa por el analito entre la recorrida por el disolvente.

---

Ejercicio

Antes de realizar la práctica, resolver el siguiente ejercicio:

Cuando una muestra se somete a una cromatografía en capa fina, el cromatograma revela la existencia de dos manchas, una a 2,3 cm del origen y otra a 3,5 cm, encontrándose el frente del disolvente cuando se da por acabado el experimento a 4,1 cm del origen. Calcular los factores de retardo de ambos componentes de la muestra (R_f). En general, ¿cuáles son los valores más bajo y más alto que puede alcanzar R_f? ¿Hasta dónde subirían teóricamente ambas manchas si se dejara que el disolvente alcanzara los 10 cm de altura en una placa suficientemente larga?

---

Precauciones y consejos

• Ante cualquier duda o inseguridad, pida la ayuda o supervisión de su profesor/a.
• En esta práctica se manipula HCl y NH₃ concentrados y acetona, e incluso se favorece la conversión en vapor de estos productos químicos, lo que los hace más susceptibles de producir irritaciones. Por ello, estas sustancias deben manejarse en vitrina, sobre todo cuando se someten a evaporación forzada. Jamás deben pipetearse con la boca, sino con pera o propipeta; para pipetear HCl es recomendable usar gafas o mantenerse tras la protección del cristal de la vitrina.
• Las pulverizaciones deben realizarse también en vitrina.
• No arroje los productos usados al desagüe al terminar la práctica. Pedir instrucciones al profesor/a.
• Las placas de cromatografía deben tomarse por los bordes (como un CD) o por el lado opuesto al que se va a introducir en el disolvente. El contacto directo de la mano del operador con una zona útil de la placa (o del papel cromatográfico) puede dejar en ella restos de sales, grasas e incluso aminoácidos de la piel que pueden suponer una interferencia en la separación, sobre todo cuando hay que detectar sustancias en concentraciones del nivel de trazas o ultratrazas. Las placas no deben plegarse porque puede disminuir la acción capilar en el pliegue.
• Limpie y ordene todo el material una vez concluida la práctica.

Instrumentos, material y reactivos

• Balanza de precisión

• Cubeta cromatográfica provista de tapa o cualquier recipiente adecuado (es suficiente un vaso de precipitados de 250 mL o un frasco de vidrio doméstico cuya boca tenga un diámetro superior a 4 cm)
• Placas de cromatografía de celulosa sobre poliéster o similar de 4´8 cm (también valdría papel cromatográfico)
• 6 pipetas Pasteur (o capilares de 1 μl con su bulbo)
• 6 frascos pequeños
• 5 matraces de 100 mL
• Una pipeta de 5 mL, otra de 10 mL y otra de 20 mL
• Recipiente para pulverizar líquidos (sirve un frasco de plástico para rociar agua de colonia o similar)
• Vidrio(s) de reloj o parafilm (para tapar la cubeta)
• Pesasustancias
• Secador o estufa
• Agitador  de vidrio
• Lápiz de mina blanda de grafito
• Erlenmeyer

• Ácido rubeánico (ditiooxamida: H₂N-SC-CS-NH₂) saturado en etanol
• Cu(NO₃)₂, Co(NO₃)₂, Ni(NO₃)₂ y Mn(NO₃)₂
• HCl al 18%
• NH₃ concentrado
• Acetona
• Agua destilada

Procedimiento

1. Preparar la disolución para el desarrollo de la placa mezclando homogéneamente en un erlenmeyer 12,5 mL de ácido clorhídrico al 18% y 50 mL de acetona. Taparla con parafilm, agitarla y reservarla. (densidad aprox. del HCl 18 %: 1,088 M; concentración aprox. 5,371 M; la del recipiente del laboratorio es 12,076 M (si es del 37 %)). (Si se dispone de HCl concentrado –habitualmente del 37 % o 12.076 M– diluirlo previamente; calcular la dilución mediante la expresión VM=V′M′) Preparar 50 mL de HCl al 18 % tomando 22,24 mL de HCl al 37 %)

2. Preparar 100 mL de sendas disoluciones al 1% de tres patrones de Cu²⁺, Co²⁺ y Ni²⁺ empleando, respectivamente, Cu(NO₃)₂, Co(NO₃)₂ y Ni(NO₃)₂ (1 g de cada sal en 100 mL) y asimismo preparar una disolución que contenga una mezcla de 1 g de cada sal (en un volumen total de 100 mL). (Hacer las correcciones correspondientes si las sales están hidratadas; las disoluciones deben contener 1 g de las sales anhidras en 100 mL.) (Para 100 mL: Nitrato de cobre: Cu(NO₃)₂·3H₂O, PM = 241,60; hay que pesar 3,09; Nitrato de níquel: Cu(NO₃)₂·6H₂O, PM = 290,81; hay que pesar 3,82; Nitrato de cobalto: Co(NO₃)₂·6H₂O, PM = 291,03; hay que pesar 3,82 g.)

3. Verter una pequeña cantidad de cada uno de estos patrones en otros tantos frascos (lo suficiente como para que el nivel de líquido en cada frasco alcance más o menos 1 cm). Después, introducir una pipeta Pasteur en cada frasco.

4. Tomar una placa de cromatografía de celulosa sobre poliéster de 4´8 cm (o, en su defecto, un papel cromatográfico, pero en placa de celulosa el proceso es más rápido y las manchas quedan más concentradas, lo que mejora la separación) y marcar con lápiz de mina blanda lo más ligeramente posible (para no desgarrar la lámina de celulosa) 4 puntos paralelos a unos 1,5 cm de uno de sus lados más cortos de la placa.

5. Manchar cada punto marcado en la placa con una pequeñísima cantidad de cada uno de los 3 patrones (los tres puros y la mezcla). Cada mancha debe ser realmente pequeña, de aproximadamente 1 mm de diámetro. Para aplicarlas tomar la correspondiente pipeta Pasteur que se había introducido en cada frasco, por la cual habrá ascendido una pequeña cantidad del líquido del patrón debido a la capilaridad. Retirar parte de este líquido aplicando la punta de la pipeta sobre un papel de filtro limpio hasta que el líquido de la pipeta tenga una altura de aproximadamente 1 mm. Después, manchar con este líquido la placa cromatográfica aplicando la pipeta verticalmente sobre ella. La mancha debe ser un círculo de aproximadamente 1 mm de diámetro. (Se recomienda hacer pruebas previas con agua destilada.) Es importante no dañar la placa en la operación (se desgarra con facilidad.)

6. Trasvasar parte de la disolución preparada en el punto 1 a la cubeta cromatográfica (puede ser un vaso de precipitados de 250 mL) hasta que el nivel del líquido alcance como máximo 0,5 cm.

7. Una vez que las manchas estén bien secas, introducir cuidadosamente la placa dentro de la cubeta cromatográfica y sumergir en el líquido contenido en ella el lado de la placa donde están las manchas. La placa debe quedar vertical o tumbada con la cara de la celulosa contra la pared de la cubeta. A partir de la introducción de la placa, la cubeta no debe moverse y hay que evitar también las vibraciones. Taparla con parafilm (o vidrio de reloj) evitando que el líquido se mueva durante esta operación.

8. Dejar que el líquido ascienda por la placa hasta que el frente del disolvente llegue a unos 2 cm de la parte superior.

9. Extraer la placa y marcar con lápiz la línea del frente de disolvente.

10. Secar la placa o dejar que se seque al aire, depositada sobre papel de filtro (con la cara plástica hacia abajo). Una vez seca pulverizarla uniforme pero no excesivamente con una disolución de ácido rubeánico (contenido en un pulverizador) desde una distancia de unos 15 cm. Dejar secar.

11. En vitrina, colocar la placa sobre un vaso de precipitados de 250 mL en el que se hayan vertido previamente unos 50 mL de amoníaco concentrado. La cara celulósica de la placa debe estar hacia abajo para recibir los vapores amoniacales. Mantener así unos minutos.

12. Medir las distancias recorridas por cada analito en la placa (es decir, distancia desde el punto en que se colocó hasta el centro de la mancha final o bien hasta el punto en que esta se vea más intensa) y medir también la distancia recorrida por el disolvente.

13. En una nueva placa repita el experimento con un disolvente desarrollador formado por 20 mL de la mezcla preparada en el punto 1 (previamente agitada para homogeneizarla) y 4 mL de acetona. Homogeneizar la nueva mezcla.

14. En una nueva placa repita el experimento con un disolvente desarrollador formado por 20 mL de la mezcla preparada en el punto 1 (previamente agitada para homogeneizarla) y 4 mL de HCl al 18%. Homogeneizar la nueva mezcla.

15. En las condiciones del experimento en que haya conseguido ver la mejor separación, repita todo el procedimiento (en una nueva placa) con una muestra problema que le entregará su profesor/a, aplicando ahora sobre la placa solo la muestra problema.

16. Pueden hacerse otros experimentos a mayor o menor temperatura (valiéndose del termostato).

---

Cálculos

1. Calcular los factores de retención o retardo, R_f = b/a, de los patrones puros y de cada componente de la mezcla en todos los experimentos.

2. Comparar los resultados con los que se obtienen empleando otras dos composiciones de disolvente.

3. Identificar los iones de la muestra problema midiendo los coeficientes de retención y comparándolos con los de los patrones calculados al principio de la práctica.

---

Preguntas

1. ¿Cuál es la solución del ejercicio que se planteó para resolver antes de realizar la práctica?

R_f1 =0.56; R_f2= 0.85. El valor de R_f puede quedar en el intervalo [0, 1]. (Lo habitual es que esté entre 0.1 y 0.8.). Las manchas subirán hasta 5,6 y 8,5 cm respectivamente.

2. ¿Qué metales contiene la muestra problema?

–Deben justificarse con las medidas de los R_f—

3. ¿Qué se puede concluir del cambio de la composición del disolvente desarrollador?

Que la composición influye en el aspecto del cromatograma haciendo que varíen los R_f de las manchas.

4. ¿Qué valores de R_f ha obtenido? ¿Son muy distintos los de la muestra y los patrones? ¿Qué puede concluir de ello?

Si son parecidos es que unos iones no actúan de interferentes de otros; si son distintos, es que se interfieren.

5. ¿Hay alguna relación entre el valor del R_f y la afinidad de un analito por la fase móvil?

Sí; a mas alto factor de retardo, mayor afinidad del analito por la fase móvil.

6. ¿La razón de que un metal ascienda más que otro por la placa puede explicarse por su peso?

No; el Cu es el ion más pesado de los cuatro y es el que más asciende; el siguiente más pesado es el Ni, después el Co y finalmente el Mn (comprobarlo en una tabla periódica).

7. Las placas que ha usado están fabricadas de celulosa natural fibrosa depositada sobre un polímero plástico (poliéster). La celulosa natural está constituida por fibras hidratadas (es decir, una fase sólida porosa embebida de moléculas de agua). Teniendo esto en cuenta, explique por qué se dice que este tipo de cromatografía es “de reparto” (UU. DD., págs. 545 y 557), aunque también –en pequeño grado– de adsorción (UU. DD., pág. 557) e identifique cuáles son la fase estática y la fase móvil? Diga también si se trata de una cromatografía en fase normal o inversa.

Es de reparto porque los analitos se “reparten” entre el agua de que está embebida la celulosa y el disolvente desarrollador de la placa (disolución acuosa de clorhídrico mezclada con acetona). Una parte del analito tiende a quedar solubilizado en el agua de la celulosa y la otra en el disolvente desarrollador, el cual va ascendiendo por capilaridad. No hay que descartar que una pequeña parte de las moléculas se adsorban sobre la superficie sólida de la celulosa, pero está demostrado que este efecto es menor que el de la partición. La fase estática es el agua que hidrata la celulosa; la móvil, la mezcla de clorhídrico y acetona. Ambas fases tienen distinta polaridad y cada ion o los complejos que forme (particularmente, del tipo (MCl₄)^2-) tendrá distinta afinidad por cada fase. La cromatografía realizada es en fase normal porque la fase estática es más polar que la móvil. El poliéster es simplemente un soporte para las fibras de celulosa y no resulta imprescindible (el papel cromatográfico, que también serviría para llevar a cabo esta experiencia, es igualmente celulosa, pero sin soporte plástico). La calidad del papel o el tipo de soportes determinan la bondad de las separaciones.

8. ¿Cree que si se cambia la composición de la fase móvil (por ejemplo, usando una mezcla menos rica en acetona que la empleada) ello puede afectar a la separación?

Sí, como en toda cromatografía de reparto, ya que esta se basa en la diferente afinidad de unas especies por una u otra fase (en este caso, las especies más polares tenderán a quedarse en la fase estática). En principio es de esperar que cuanto menor sea la diferencia de polaridad de ambas fases, menor será la separación.

9. ¿Esperaría que si la placa se desarrolla con agua se vaya a producir la separación de los iones? ¿Por qué?

No habría separación alguna porque ambas fases tendrían la misma polaridad y todos los iones se repartirían (más o menos) igual entre ambas fases. Podrían existir otros factores de menor influencia que produjeran una separación mínima, no suficiente para resultar claramente constatable.

10. En clorhídrico concentrado estos metales tienden a formar complejos, en particular del tipo (MCl₄)^2-. ¿Cuál de ellos se retiene más? ¿Cuál menos? ¿Puede ser ello un indicio de la facilidad de formación relativa de estos complejos?

Se retiene más el de Ni²⁺ ((NiCl₄)^2-) y menos el Cu²⁺ ((CuCl₄)^2-). De los cuatro complejos (MCl₄)^2- que se pueden formar, los más estables son el (CuCl₄)^2-) y el (CoCl₄)^2-). Dicho de otro modo, el Cu y el Co tienen más afinidad por la fase móvil (que contiene HCl) que los otros dos iones. (Por eso es posible que los dos primeros se observen en el experimento (amarillo y azul, respectivamente) incluso antes de ser localizados con ácido rubeánico. Que se observen o no dependerá de la concentración del metal en la muestra.

11. Cuando se quieren comparar valores de R_f obtenidos en varios experimentos es importante que las condiciones sean las mismas; si no, la reproducibilidad no está garantizada. De los siguientes factores, indique cuál cree que afectaría menos a dicha reproducibilidad: grado de saturación del vapor de la fase móvil en la cubeta, composición de la fase móvil, temperatura, tiempo que se deje ascender la fase móvil.

El tiempo es lo menos importante. A más tiempo, más ascenderá la mancha, pero también el frente del disolvente; la relación entre ambas distancias (R_f) debe ser muy parecida dejando poco o mucho tiempo. (No obstante, si se compara un R_f obtenido en muy poco tiempo con otro de un experimento más largo puede encontrarse alguna diferencia sobre todo porque la medida de pequeñas distancias en el primer caso puede dar errores altos.) La temperatura afecta porque cambia la viscosidad del líquido y altera las fuerzas que justifican la acción capilar. La composición del disolvente influye en una cromatografía de reparto porque, al no darse cambios en la fase estática y sí en la móvil, el coeficiente de reparto se alterará. Finalmente, si la cubeta no está saturada, el disolvente tenderá a saturarla y cambiará su composición (si es una mezcla). (En este experimento, será la acetona la que se evapore preferentemente, con lo que aumentará la riqueza en HCl del líquido que asciende por la placa).

12. Si dos metales en una muestra tienen el mismo R_f y, por tanto, no se pueden separar, ¿qué se podría hacer?

Cambiar las condiciones. Lo que suele producir cambios más claros es el cambio de la composición del disolvente. Una variación interesante de este experimento es enriquecer el disolvente en acetona; se observará que la posición relativa de las manchas depende de la composición (el alumno lo habrá comprobado si ha hecho la tercera parte del experimento). De hecho, en un laboratorio, cuando se recibe una muestra esta se somete a la cromatografía empleando más de un conjunto de condiciones para detectar posibles coincidencias. 

13. Si se hubiese usado en vez del ácido rubeánico un localizador que formara complejos del mismo color con todos los metales que se sospecha que están presentes en una muestra, ¿cómo podría asignar cada mancha a cada metal? Si aparece una mancha inesperada, ¿cómo podría identificar cromatográficamente o por otra técnica el metal responsable?

En realidad no es necesario que el revelador forme un color específico diferente con cada catión. En esta práctica esto se cumple, pero no es lo habitual. La forma normal de actuar es manchar la placa con patrones con disoluciones de los iones que se suponen presentes y comparar las alturas que alcanzan con las que alcanzan las manchas en que se separa la muestra. Si tras realizar el experimento se obtuviera una mancha que claramente no coincide con la de ningún patrón, podría medirse su R_f y compararse con valores obtenidos en experimentos anteriores en las mismas condiciones (en un laboratorio donde se realicen habitualmente análisis por esta técnica es normal tener tabulados los R_f de muchos metales en ciertas condiciones). Otra posibilidad es repetir el experimento con otros patrones de otros metales. Una alternativa no cromatográfica es emplear otras técnicas instrumentales con capacidad de identificación. Así, se puede raspar cuidadosamente la mancha y someter el polvo a un experimento de espectroscopía atómica, de masas o de fluorescencia de rayos X. (En vez de rasparla, se puede disolver la mancha o cortar el trozo de papel en que se encuentra, sometiendo cualquier de estas muestras a un experimento de espectroscopía atómica, por ejemplo.)

14. ¿Cómo se puede estimar la concentración de un metal en una muestra por esta técnica?

Por el área de la mancha comparada con la de su patrón. No obstante, para ello hay que aplicar las manchas de muestra y patrón “exactamente” del mismo modo. También se podría raspar o disolver la mancha y hacer una gravimetría o emplear una técnica espectroscópica o electroquímica que permitan el análisis cuantitativo.

15. ¿Sólo pueden separarse metales por cromatografía en capa fina? ¿Cree que es muy común usar ácido rubeánico como localizador y mezcla acetona-HCl como desarrolladora?

Al contrario; de hecho puede aplicarse a una gran variedad de especie moleculares de interés en medio ambiente. Simplemente, hay que diseñar el protocolo adecuado para cada caso. El ácido rubeánico funciona muy bien con metales, pero existen cientos de reactivos localizadores. Igualmente, se han caracterizado multitud de mezclas desarrolladoras, tanto en experimentos en fase normal como inversa.

16. ¿Forma el ácido rubeánico complejo con el Mn en medio ácido?

Aparentemente no, porque el color de la mancha de Mn aparece al rociar o exponer a NH₃ (que es una base) y al cabo de un rato (cuando el NH₃ se evapora) desaparece.

17. De los cuatro metales, ¿cuál es el que tiene más alto límite de detección en esta técnica?

Claramente el Mn.

18. Comente cualquier aspecto que haya observado o le haya llamado la atención en estos experimentos; o que haya aprendido; o que le haya resultado interesante o sorprendente; o alguna conclusión a la que haya llegado. Plantee, incluso, los posibles interrogantes que le hayan podido surgir. (Cualquier respuesta que dé a esta pregunta o cualquier comentario, aunque le parezca simple o que aporta poco, será valioso).

---

Recurso

Los conceptos teóricos para resolver este ejercicio se pueden consultar en el libro Técnicas Fisicoquímicas en Medio Ambiente.

---

Este experimento pertenece al libro:

Mercedes Iriarte Cela y José M.ª Gavira Vallejo: Prácticas de Técnicas Instrumentales para Fisicoquímica y Medio Ambiente. Triplenlace.com, 2025 https://triplenlace.com/aula-libros/ptifqma/.